Die Desoxyribonukleinsäure (DNA) ist der molekulare Träger des Erbguts. Schon sehr kleine Veränderungen können die menschliche Gesundheit gefährden und zu Krankheiten wie Alzheimer, Parkinson sowie diversen Krebsarten führen. Auch Infektionskrankheiten lassen sich an charakteristischen DNA- bzw. RNA-Abschnitten erkennen. Diese Zusammenhänge führen zu einem stetig wachsenden Bedarf an Methoden für den Nachweis von spezifischen, krankheitsrelevanten DNA- und RNA-Sequenzen. Meist stehen nur geringe Mengen der gesuchten Zielsequenz zur Verfügung. Die gängigen DNA-Nachweisverfahren nutzen vorwiegend die Polymerasekettenreaktion (PCR), da diese den nachzuweisenden DNA-Abschnitt vervielfältigen kann. Diese praktische Methode ist jedoch relativ zeitaufwendig und erfordert einen hohen apparativen Aufwand. Deshalb wird nach alternativen Wegen gesucht, in denen nicht die DNA selbst, sondern ein durch deren Anwesenheit erzeugtes Signal verstärkt wird. Eine solche PCR-freie Signalverstärkung kann beispielsweise durch eine chemische Reaktion erfolgen, in der die Zielsequenz selbst als Katalysator wirkt. Dabei hybridisieren modifizierte Oligonukleotidsonden an einer komplementären Zielsequenz, wodurch deren reaktive Gruppen so angeordnet werden, dass eine schnelle und selektive Reaktion möglich wird. In Abwesenheit des DNA- bzw. RNA-Templats verläuft die Reaktion nur sehr langsam. Daher zeigt eine Bildung von Produkten das Vorhandensein der Zielsequenz an.

Die im Rahmen der Dissertation entwickelte Reaktion erlaubt in Anwesenheit der Zielsequenz den Transfer einer Reportergruppe von einer Überträgersonde auf eine Akzeptorsonde. Diese Transferreaktion wurde für den Nachweis von DNA- und RNA-Zielsequenzen verwendet. Auf diesem Weg war es möglich einen krebserzeugenden DNA-Abschnitt sowie einen RNA-Abschnitt des HI-Virus nachzuweisen. Dabei wurden verschiedene Reportergruppen verwendet, die ein Fluoreszenz-basiertes Auslesen des Reaktionsfortschritts in Echtzeit erlauben. In Anwesenheit der Zielsequenz konnte die Katalyse von über 400 Reaktionen pro Zielmolekül beobachtet werden. Dies ist die bisher höchste katalytische Aktivität, die für eine Templat-vermittelte Reaktion berichtet wurde. Außerdem wurde die Transferreaktion mit einer vom enzyme-linked immunosorbant assay (ELISA) abgeleiteten Nachweismethode kombiniert. Dabei erfolgt zunächst der RNA-katalysierte Transfer einer biotinylierten Reportergruppe auf eine Akzeptorsonde, die mit einer His6-Peptidsequenz modifiziert wurde. Die His6-modifizierte Akzeptorsonde wird anschließend in Nickel-beschichteten Mikrotiterplatten immobilisiert. Nach Zugabe eines Enzym-Streptavidin-Konjugates wird über eine enzymatische Reaktion die biotinylierte Reportergruppe und damit die Anwesenheit der RNA-Zielsequenz nachgewiesen. Mit dieser doppelten Signalverstärkung gelingt es, sehr geringe Mengen der Zielsequenz (500 attomol) mit einem Verfahren nachzuweisen, das einfacher ist als die Polymerasekettenreaktion.